martes, 8 de julio de 2014

CROMATOGRAFÍA DE AMINOÁCIDOS

AUTORES:
Pamela Valdivieso
Joselyn Caminos

1.-OBJETIVOS 

1.1.OBJETIVO GENERAL:
Determinar la cromatografía de los aminoácidos.

1.2.OBJETIVOS ESPECÍFICOS

  • Conocer las dos fases que presenta la cromatografía.       
  • Comparar el resultado entre la cromatografía de aminoácidos obtenidos y el estándar. 
2.-MARCO TEÓRICO:

CROMATOGRAFÍA

La cromatografía es un método físico de separación para la caracterización de mezclas complejas, la cual tiene aplicación en todas las ramas de la ciencia. Es un conjunto de técnicas basadas en el principio de retención selectiva, cuyo objetivo es separar los distintos componentes de una mezcla, permitiendo identificar y determinar las cantidades de dichos componentes. Diferencias sutiles en el coeficiente de partición de los compuestos da como resultado una retención diferencial sobre la fase estacionaria y por tanto una separación efectiva en función de los tiempos de retención de cada componente de la mezcla.
La cromatografía puede cumplir dos funciones básicas que no se excluyen mutuamente:
Separar los componentes de la mezcla, para obtenerlos más puros y que puedan ser usados posteriormente (etapa final de muchas síntesis).
Medir la proporción de los componentes de la mezcla (finalidad analítica). En este caso, las cantidades de material empleadas son pequeñas.
tipos de cromatografía más utilizados para la separación de aminoácidos

  • CROMATOGRAFÍA EN CAPA FINA.

La cromatografía en capa fina consiste en la separación de mezclas de moléculas mediante el principio del reparto entre dos fases. En general, una cromatografía se realiza permitiendo que la mezcla de moléculas que se desea separar (lo que corresponde a la muestra) interaccione con un medio o matriz de soporte que se denomina fase estacionaria. Un segundo medio (la fase móvil) que es inmiscible con la fase estacionaria se hace fluir a través de ésta para "lavar" (eluír) a las moléculas en la muestra.
En la cromatografía de capa fina, la fase estacionaria es una delgada capa de un soporte sólido granulado, tales como gel de sílica, alúmina, ácido silícico u otros, que se depositan sobre una placa de vidrio, aluminio u otro soporte inerte. Para que adquiera firmeza y no se desmorone, la capa de fase estacionaria se aglutina con una pequeña cantidad de sulfato de calcio u otro agente cementante. Las muestras se aplican añadiendo pequeñas gotas de solución en un pequeño círculo cerca del extremo inferior de la placa. La gota se deja secar y si se desea poner más muestra se pueden aplicar más gotas, cuidando de que la mancha no se haga demasiado grande.

  • Cromatografía líquida en columnas de intercambio aniónico

En este caso, los aminoácidos se hacen pasar por una columna de resina con un grupo catiónico. Los aminoácidos, según su carga se van a unir a la columna y luego, mediante un cambio gradual en el pH del solvente que se aplica a la columna, se va eluyendo cada aminoácido a un pH distinto (según su punto isoeléctrico). Como algunos aminoácidos son más difíciles de separar que otros, a menudo es necesario emplear una columna corta para separar un grupo de aminoácidos y una columna larga para separar los aminoácidos restantes

  • Cromatografía líquida de alta resolución en columnas de fase reversa.

Este método consiste en aplicar los aminoácidos disueltos en una fase acuosa acidificada a una columna de sílice unida a una cadena hidrocarbonada. Los aminoácidos, según su polaridad se van a unir a la columna y entonces el eluyente se mezcla gradualmente con cantidades cada vez mayores de un solvente menos polar que el agua. Los aminoácidos van siendo lavados de la columna conforme la polaridad del solvente baja lo suficiente.

  • Cromatografía de Reparto

En la presente práctica llevaremos a cabo una cromatografía de reparto, en capa fina, para la separación de aminoácidos. En la cromatografía de reparto los componentes de una mezcla se separan en base a una distribución diferente entre la fase móvil yla fase estacionaria. El movimiento relativo de las moléculas a lo largo del sistema cromatográfico es el resultado de un equilibrio entre las fuerzas de transmisión o arrastre ejercido por la fase móvil en su desplazamiento sobre la fase estacionaria y las fuerzas que tienden a frenar dicho desplazamiento. Las fuerzas de frenado pueden ser tanto de reparto (basado en criterios de solubilidad) como de adsorción.

SEPARACIÓN DE AMINOÁCIDOS.

Las mezclas de aminoácidos pueden separarse en placas de capa fina de gel de sílica, empleando como fase móvil butanol: agua: ácido acético (4:1:1). Las manchas de los aminoácidos pueden detectarse sobre la placa desarrollada, si después de secarla se asperja con una solución de ninhidrina.
Los aminoácidos aparecen como manchas púrpura sobre un fondo ligeramente amarillento. Sin embargo, la prolina (que no produce amonio libre al reaccionar con ninhidrina) genera una mancha de color amarillo obscuro.
Este método, aunque no es muy sensible, se empleó con frecuencia en los primeros estudios de la composición de las proteínas. En la actualidad ha sido desplazado por la cromatografía líquida de alta resolución, ya que esta última es más confiable para la cuantificación y tiene mayor sensibilidad si los aminoácidos se detectan por fluorescencia. 
3.-PROCEDIMIENTO:


4.- CÁLCULOS:

 RESULTADOS TEÓRICOS

        Ácido aspartico

Rf1 = (3/13.5)
       Rf1 = 0.222

          Trip

Rf2 = (4,8/13.5)
 Rf2 = 0.35

         Tir

Rf3= (5,2/13.5)
Rf3 = 0.38

        T eni

     Rf4 = (6,4/13.5)
     Rf4 = 0.47

  Hidrólisis gluten

Rf5 = (0,5/13.5)
   Rf5 = 0.037



5.- DISCUSIÓN:


Las características que tuvo el papel de cromatografía  en la cual tuvo un solvente adecuado ya que nos identifica los 4 aminoácidos presentes en la muestra de gluten , en este caso no hubo aminoácidos  no identificados.

El solvente utilizado  da una buena separación, las sustancias no identificadas deben correr con otro solvente y hacer correr por mayor tiempo para que la separación sea mejor la cual la hidrólisis de gluten nos identifica los cuatro aminoacidos.



6.- CONCLUSIONES:

  • La Fase Móvil es un Gas y la Fase Estacionaria puede ser un sólido.
  • En la muestra problema hay una mezcla de cuatro aminoácidos presentes en una muestra de gluten en el cual todos han sido identificados.


7.- BIBLIOGRAFÍA:
(s.f.).
javeriana.edu. (s.f.). Recuperado el 19 de julio del 2014 de,
monografias. (s.f.). Recuperado el 19 de julio del 2014 de,
es.scribd. (3351). Recuperado el 19 de julio del 2014 de,



martes, 24 de junio de 2014

PRUEBA DE HIDRÓLISIS DE LA SACAROSA

 AUTORES:
Pamela Valdivieso
Joselyn Caminos

1. OBJETIVOS:

1.1. General:

 Inducir la hidrólisis de la sacarosa para la identificación de los productos con la técnica de Fehling. 


1.2. Específicos:

Realizar la prueba de la hidrólisis de la sacarosa en dichas soluciones para conocer si su resultado da positivo o negativo.

2. MARCO TEÓRICO:

HIDRÓLISIS DE SACAROSA

La sacarosa es un disacárido que no posee carbonos anoméricos libres por lo que carece de poder reductor. Sin embargo, en presencia de HCl y en caliente, la sacarosa se hidroliza, es decir, incorpora una molécula de agua y se descompone en los monosacáridos que la forman, glucosa y fructosa, que sí son reductores.  Se hidroliza la sacarosa con HCl y con la aplicación de calor para descomponer en sus dos monosacáridos componentes; después se neutralizó y se aplicó la prueba de Fehling, (cuya reacción ya fue descrita con anterioridad).  Nuestra solución, presento el viraje de coloración que indica la presencia de azúcares reductores


3. PROCEDIMIENTO


4.RESULTADOS

MUESTRA
REACTIVO
FORMACIÓN
Sacarosa
FEHLING
Amarillo            positivo

SELIWANOFF
Casi rojo            positivo


5.DISCUSIÓN
            
     FEHLING      SELIWANOFF

La sacarosa da negativo con la reacción de fehling ya que esta reconoce azúcares reductores y monosacáridos  ,como se trata de la sacarosa es un azúcar no reductor  y un disacáridoo el cual al ser hidrolizado la sacarosa con la reacción de fehling  y seliwanoff da positivo.

6.CONCLUSIONES

Se hidrolizo la sacarosa con HCl y con la aplicación de calor para descomponer en sus dos
monosacáridos que son la glucosa y la fructosa  ; después se neutralizó y se aplicó la prueba de Fehling el cual dio positivo  . Nuestra solución, dio el cambio de coloración que indica la presencia de azúcares reductores debido a la ruptura del enlace 1-2 donde se libera sus monosacáridos que indican que son reductores; con lo que pudimos comprobar satisfactoriamente el fundamento inicial .


7.BIBLIOGRAFÍA

(s.f.).
veterinaria.uabjo. (s.f). Recuperado el 11 de mayo del 2014, de
http://www.veterinaria.uabjo.mx/manuales/MANUAL%20DE%20PRACTICA%20DE%20BIOQUIMICA.pdf

PRUEBA DE YODO

AUTORES:
Pamela Valdivieso
Joselyn Caminos

1. OBJETIVOS:

1.1. General:

Identificación del almidón en la muestra  mediante la prueba de yodo  


1.2. Específicos:

Realizar la prueba de yodo cuya prueba determina la presencia o alteración del almidón u otros polisacáridos.

2. MARCO TEÓRICO

PRUEBA DE YODO

La prueba del yodo es una reacción química usada para determinar la presencia o alteración de almidón u otros polisacáridos. Una solución de yodo - diyodo disuelto en una solución acuosa de yoduro de potasio - reacciona con almidón produciendo un color púrpura profundo.
Este tipo de prueba puede realizarse con cualquier producto que contenga almidón como ser patatas, pan o determinados frutos.
Esta reacción es el resultado de la formación de cadenas de poliyoduro a partir de la reacción del almidón con el yodo presente en la solución de un reactivo llamado Lugol. La amilosa, el componente del almidón de cadena lineal, forma hélices donde se juntan las moléculas de yodo, formando un color azul oscuro a negro. La amilopectina,1 el componente del almidón de cadena ramificada, forma hélices mucho más cortas, y las moléculas de yodo son incapaces de juntarse, obteniéndose un color entre naranja y amarillo. Al romperse hidrolizar el almidón en unidades más pequeñas de carbohidrato, el color azul-negro desaparece. En consecuencia, esta prueba puede determinar el final de una hidrólisis, cuando ya no hay cambio de color constituyendo una evidencia experimental ampliamente utilizada.
La solución de yodo también reacciona con el glucógeno, aunque el color producido es más castaño y mucho menos intenso



3. PROCEDIMIENTO


4,RESULTADOS

Muestra
Reactivo
Formación
Almidón
Lugol
Color violeta positivo
Agua
Lugol
Anaranjado negativo


5.DISCUSIÓN



La prueba de yodo es una reacción que determina la presencia de almidón en la cual en nuestra práctica al reaccionar con el HCl y con 2 gotas de solución de yodo dio una color anaranjado. 

6.CONCLUSIONES

Este método nos permite identificar el almidón presente  en  la muestra. El almidón en contacto con unas gotas de Reactivo de Lugol (disolución de yodo y yoduro potásico) toma un color  violeta oscuro característico por lo que la reacción es positivo y al colocar lugol en agua se obtiene un color anaranjado por lo que la reacción es positiva. 

7.BIBLIOGRAFÍA

(s.f.).
es.scribd. (3531). Recuperado el 11 de mayo del 2014, de

http://es.scribd.com/doc/23351531/Reacciones-de-Identificacion-Para-Los-Carbohidratos
PRUEBA DE SELIWANOFF

 AUTORES:
Pamela Valdivieso
Joselyn Caminos

1. OBJETIVOS:

1.1. General:

Determinar las diferentes reacciones de los azúcares. 


1.2. Específicos:

 Realizar la prueba de seliwanoff cuya prueba se usa para distinguir entre aldosas y cetosas. 

2. MARCO TEÓRICO:

PRUEBA DE SELIWANOFF
Esta prueba es específica para las cetosas. Las cetosas se deshidratan más rápidamente que las aldosas, dando furfurales. Estos se condensan con el resorcinol produciendo un complejo coloreado. Si el tiempo de ebullición se prolonga, puede dar también positivo para otros azúcares.




3. PROCEDIMIENTO





4.RESULTADOS


MUESTRA
REACTIVO
COLORACIÓN
Glucosa
Seliwanoff
Rojo              positivo
Sacarosa
Seliwanoff
No reacciona   negativo
Fructosa
Seliwanoff
Rojo              positivo


5.DISCUSIÓN
              
glucosa (+)         sacarosa (-)         fructosa  (+)


La prueba de Seliwanoff es una prueba química que se usa para distinguir entre aldosas y cetosas en monosacáridos este caso vamos a utilizar como muestras,(sacarosa fructosa y glucosa )reacciona con la glucosa y fructosa dando un color rojo  ya que son azúcares que tiene cetonas,  en cambio con la sacarosa no reacciono porque se trata de un disacárido 

6.CONCLUSIONES

Seliwanoff identifica cetosas,  si no es cetosa es aldosa, por esta razón  se dio un cambio de coloración  en la fructosa y glucosa a un rojo indicando que es positiva la reacción y en la sacarosa no reacciona. 


7.BIBLIOGRAFÍA


ehowenespanol. (6928). Recuperado el 11 de mayo del 2014, de
http://www.ehowenespanol.com/efecto-solucion-benedict-glucosa-sobre_169281/


PRUEBA DE BAFORED
 AUTORES:
Pamela Valdivieso
Joselyn Caminos

1. OBJETIVOS:

1.1. General:

Conocer la reacción de Barfoed frente a los azúcares. 


1.2. Específicos:

Realizar la prueba de barfoed cuya prueba identifica azúcares reductores y diferencia entre monosacaridos y disacaridos.

2. MARCO TEÓRICO:

PRUEBA DE BARFOED

La Prueba de Barfoed es un ensayo químico utilizado para detectar monosacáridos. Se basa en la reducción de cobre (II) (En forma de acetato) a cobre (I) (En forma de óxido), el cual forma un precipitado color rojo ladrillo.

RCOH + 2Cu+2 + 2H2O → RCOOH + Cu2O↓ + 4H+

Los disacáridos también pueden reaccionar, pero en forma más lenta. El grupo aldehído del monosacárido que se encuentra en forma de hemiacetal se oxida a su ácido carboxílico correspondiente. Muchas sustancias, entre ellas el cloruro de sodio,3 pueden interferir en la prueba.


3. PROCEDIMIENTO




4.RESULTADOS

MUESTRA
FORMACION
Glucosa
Rojo ladrillo     positivo
Sacarosa
No reacciona    negativo
Fructosa
Rojo ladrillo    positivo
Maltosa
precipitado rojo ladrillo positivo (maltosa =disacárido)

5.DISCUSIÓN

 


Es una solución que sirve para identificar azúcares reductores  o monosacáridos y también disacáridos, este caso como utilizamos como muestra,(sacarosa, fructosa,  glucosa y maltosa ) reacciona con la glucosa y fructosa dando un color rojo ladrillo ya que son azúcares reductores, con la maltosa dio un color rojo ladrillo identificando un disacárido, en cambio con la sacarosa no reacciono porque se trata de un disacárido y no es un azúcar reductor. 

6.CONCLUSIONES

Barfoed identifica monosacáridos y disacáridos por esta razón se dio  un cambio de color  en la glucosa y fructosa  a rojo ladrillo, en el caso de la maltosa también reacciona a rojo ladrillo identificando disacáridos por lo que la reacción es  positiva, y en la sacarosa no reacciona por lo que es negativa la reacción.  



7.BIBLIOGRAFÍA

(s.f.).
uco.es. (s.f). Recuperado el 11 de mayo del 2014, de
http://www.uco.es/dptos/bioquimicamol/pdfs/20%20REACCIONES%20COLOREADAS%20DE%20AZ%C3%9ACARES.pdf
acasti.webs. (s.f). Recuperado el 11 de mayo del 2014, de
http://acasti.webs.ull.es/docencia/practicas/5.pdf.
PRUEBA DE FEHLING

AUTORES:
Pamela Valdivieso
Joselyn Caminos

1. OBJETIVOS:

1.1. General:

Identificar  los azúcares reductores por medio de la técnica de Fehling  .

1.2. Específicos:

Conocer la utilidad del reactivo de fheling frente a muestras de cuatro azúcares.
Observar el cambio de coloración que presenta el azúcar en dicha reacción. 

2. MARCO TEÓRICO:

REACCIÓN DE FEHLING

Esta prueba se utiliza para el reconocimiento de azúcares reductores. El poder reductor que pueden presentar los azúcares proviene de su grupo carbonilo, que puede ser oxidado a grupo carboxilo con agentes oxidantes suaves. Si el grupo carbonilo se encuentra combinado no puede presentar este poder reductor.
Los azúcares reductores, en medio alcalino, son capaces de reducir el ión Cu2+ de color azul a Cu+ de color rojo. Para ello el grupo carbonilo del azúcar se oxida a grupo carboxilo. En medio fuertemente básico como en nuestro caso el NaOH el ión Cu2+ formaría Cu (OH)2 insoluble por eso añadimos tartrato sódico potásico que actúa como estabilizador al formar un complejo con el Cu2+

CuSO4  → Cu(OH)2(azul) +calor → Cu2O(Rojo ladrillo)



3. PROCEDIMIENTO





4.RESULTADOS

MUESTRA
REACTIVO
COLORACION
Glucosa
Fehling (A+B)
Anaranjado      positivo
Sacarosa
Fehling (A+B)
No reacciona    negativo
Fructosa
Fehling (A+B)
Anaranjado       positivo

5.DISCUSIÓN
 

Es una solución que sirve para identificar azúcares reductores este caso como utilizamos muestra,(sacarosa fructosa y glucosa ) reacciona con la glucosa y fructosa dando un color anaranjado  ya que son azúcares reductores, en cambio con la sacarosa no reacciono porque se trata de un disacárido y no es un azúcar reductor.

6.CONCLUSIONES

Podemos concluir ahora, que cuando el Cu(OH)2 (de color azul) se calienta en presencia de un compuesto reductor se forma óxido cuproso (de color rojo ladrillo); por esta razón la glucosa y la fructosa, que son azúcares reductores presentan formación de un precipitado de color rojo proveniente del Cu2O al someterlos a calentamiento a anaranjado, por lo que en estos dos casos es positiva la reacción.  Hecho que no se presenta en la sacarosa por ser, claro está,un azúcar no reductor. 


7.BIBLIOGRAFÍA

(s.f.).
slideshare.net. (s.f.). Recuperado el 11 de mayo del 2014, de
http://www.slideshare.net/guestc0f9b9/reacciones-quimicas
ehu.es. (s.f.). Recuperado el 11 de mayo del 2014, de

http://www.ehu.es/biomoleculas/hc/sugar4.htm